Diseñando un nuevo alginato

Scientific Reports volumen 12, número de artículo: 7213 (2022) Citar este artículo

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La curación de heridas es un proceso complejo y una curación rápida requiere un microambiente adecuado. Por lo tanto, el diseño y la fabricación de un apósito eficaz para heridas es una innovación impresionante en el campo de la curación de heridas. El apósito para heridas fabricado en este escenario se diseñó utilizando una combinación de materiales coagulantes y antibacterianos apropiados como fibrinógeno (como agente coagulante), nisina (como agente antibacteriano), ácido etilendiaminotetraacético (como agente antibacteriano) y alginato. (como agente curativo de heridas). La caracterización biofísica mostró que la interacción del fibrinógeno y el alginato se asoció con cambios menores en la estructura secundaria de la proteína. Los estudios conformacionales mostraron que la proteína era estructuralmente estable a 42 °C, la temperatura máxima de la herida infectada. Se evaluaron las propiedades del hidrogel como hinchazón, resistencia mecánica, liberación de nisina, actividad antibacteriana, citotoxicidad, porosidad del gel y coagulación sanguínea. Los resultados mostraron una liberación lenta de la nisina durante 48 h. Los estudios antibacterianos mostraron un efecto inhibidor sobre el crecimiento de bacterias Gram negativas y Gram positivas. El hidrogel también fue capaz de absorber una cantidad considerable de agua y proporcionar oxigenación, así como la incorporación del fármaco a su estructura debido a su suficiente porosidad. La microscopía electrónica de barrido mostró tamaños de poro de aproximadamente 14 a 198 µm en el hidrogel. Los estudios de viabilidad celular indicaron una alta biocompatibilidad del hidrogel. La prueba de coagulación sanguínea también confirmó la eficacia del hidrogel sintetizado para acelerar el proceso de formación de coágulos sanguíneos. Los estudios in vivo mostraron tasas más altas de cicatrización de heridas, reepitelización y deposición de colágeno. Según los resultados de estudios in vitro e in vivo, el hidrogel diseñado puede considerarse como un nuevo y atractivo apósito para heridas después de evaluaciones adicionales de los requisitos previos.

La piel, como órgano más grande del cuerpo, es capaz de proteger al cuerpo y a sus componentes actuando como una barrera contra daños mecánicos y microbianos1. De ahí que los daños o heridas en la piel sean un problema médico importante en la actualidad2. Una población de casi seis millones de personas en todo el mundo lucha contra diversos tipos de heridas, que alteran su estilo de vida y reducen su calidad de vida. En particular, las heridas crónicas que son graves y tardan más de 12 semanas en sanar suelen estar asociadas con la recurrencia. Estas heridas son causadas por enfermedades específicas como la diabetes y enfermedades tumorales, así como por infecciones fisiológicas graves3. Por lo tanto, el diseño de un apósito eficaz para heridas es un requisito importante para mejorar la tasa de curación de las heridas.

Un apósito adecuado para heridas debe proporcionar un microambiente favorable para la cicatrización de heridas mediante un intercambio de gases adecuado con el medio ambiente, y al mismo tiempo no debe ser permeable a partículas de polvo y gérmenes. La baja adherencia al sitio de la herida, así como la fácil separación de la superficie de la herida, son otras características de un apósito adecuado para heridas4. Hasta ahora se han desarrollado diversos apósitos para heridas, incluidos hidrocoloides, películas, espumas, hidrogeles, etc. La naturaleza hidrofílica de los apósitos de hidrogel presenta muchos beneficios, como la absorción de secreción adicional de la herida, la protección del ambiente húmedo, la penetración de oxígeno en el sitio de la herida y la reducción del dolor del paciente5.

Estudios recientes han revelado la capacidad de algunos biopolímeros naturales como el quitosano, el colágeno y el alginato para facilitar el proceso de cicatrización de heridas6,7,8,9,10. Se ha demostrado que un hidrogel complejo hecho de quitosano y alginato que contiene factores de crecimiento de fibroblastos/cadherina endotelial vascular acelera la regeneración de las heridas de la piel11. Además, se ha desarrollado otro compuesto de hidrogel de quitosano-alginato que contiene nisina y ha demostrado ser eficaz en la curación de heridas agudas12. Desde la década de 1980, un gran número de apósitos que contienen estos dos compuestos naturales han sido sintetizados y utilizados para tratar heridas de la piel, especialmente las diabéticas, que es una de las principales causas de mortalidad global13. Como carbohidrato altamente hidrófilo, el alginato se deriva de algas marinas marrones y fuentes bacterianas como Azotobacter y Pseudomonas. Es un copolímero polianiónico que contiene bloques homopoliméricos de residuos de β-D-manuronato (M) y α-L-guluronato (G) unidos (1,4)14,15. Una de las propiedades más importantes del alginato es su tendencia hacia los iones metálicos, lo que ayuda a formar geles muy fuertes16. Cabe señalar que la estructura formada es un factor determinante para atrapar células, ADN y proteínas14. Además, el alginato está dotado de no inmunogenicidad, versatilidad química, rentabilidad, baja toxicidad, biodegradabilidad, biocompatibilidad, absorción de agua única y una notable capacidad de reticulación; esto permitió que el alginato atrajera mucha atención en aplicaciones médicas, especialmente en medicina regenerativa y curación de heridas17,18,19.

Por otro lado, uno de los acontecimientos importantes en el proceso de cicatrización de heridas es la rápida coagulación de la sangre en el lugar de la herida, en la que el fibrinógeno juega un papel importante. El fibrinógeno es una glicoproteína grande (340 kDa), de aproximadamente 45 nm de longitud, que consta de tres pares de cadenas polipeptídicas (α2β2γ2) conectadas a través de cinco puentes disulfuro en el dominio N-terminal. En resumen, 29 enlaces disulfuro intra e intercatenarios estabilizan la proteína20,21. El fibrinógeno junto con la trombina son factores importantes en la coagulación sanguínea, la unión celular, las respuestas inflamatorias y la cicatrización de heridas22. Recientemente, se han desarrollado armazones de fibrinógeno autoensamblados con posible aplicación en sistemas de cicatrización de heridas23.

El otro factor importante que se debe considerar en el proceso de cicatrización de heridas son las infecciones bacterianas, que han supuesto un gran desafío médico en la actualidad debido a la aparición de resistencias a los antibióticos. La nisina es un péptido antibacteriano con un peso molecular de 3,3 kDa y 34 aminoácidos, pertenece al grupo A de los lantibióticos y actúa contra bacterias Gram positivas24,25. La nisina tiene muchas aplicaciones en la conservación de alimentos y en la medicina, incluida la curación de heridas; actúa contra algunas especies de bacterias como Staphylococcus aureus y Clostridium difficile26,27. El mecanismo del efecto antibacteriano de la nisina es mediante la formación de poros en la pared celular bacteriana. Aunque la nisina actúa contra una amplia gama de bacterias Gram positivas, no afecta a las bacterias Gram negativas ni a los hongos28. Está bien documentado que la nisina presenta efectos antibacterianos contra cepas gramnegativas en presencia de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA)25.

Respecto a las cuestiones mencionadas anteriormente, diseñamos un hidrogel de apósito para heridas compuesto de alginato, fibrinógeno, nisina y EDTA para la reparación de úlceras cutáneas. Comenzamos estudiando la interacción entre el fibrinógeno y el alginato, el ingrediente principal del hidrogel, mediante técnicas espectroscópicas. Luego, preparamos y optimizamos el hidrogel y lo caracterizamos utilizando varias metodologías. Finalmente, realizamos estudios in vivo y probamos el apósito de hidrogel preparado en las úlceras realizadas en ratas y observamos mejoras en el proceso de curación.

El apósito para heridas diseñado en el proyecto actual está compuesto por agentes eficientes para acelerar el proceso de curación de heridas como nisina (agente antibacteriano), fibrinógeno (agente coagulante), alginato de calcio (que mejora la angiogénesis y la formación de colágeno) y EDTA (agente antibacteriano). De hecho, la presencia de los materiales mencionados puede proporcionar una condición adecuada para una terapia de heridas rápida y exhaustiva. Hasta donde sabemos, dicha estructura no se ha descrito como apósito para heridas. Es digno de mención considerar que la presencia de varios agentes antibacterianos (por ejemplo, nisina y EDTA) puede crear una actividad antibacteriana sinérgica contra bacterias grampositivas y negativas. Por otro lado, en el presente estudio se realizaron estudios biofísicos y estructurales para investigar las interacciones entre los componentes del hidrogel sintetizado a nivel molecular con el fin de diseñar un apósito adecuado para heridas. En el diagrama esquemático que se muestra en la Fig. 1 se presentan todos los materiales de estudio y las fases de esta investigación.

El diagrama esquemático de preparación y aplicación del material muestra una descripción general del presente estudio. En el primer paso, se realizaron estudios biofísicos y estructurales de la proteína fibrinógeno en presencia y ausencia de polímero de alginato mediante espectroscopia de fluorescencia, espectroscopia de dicroísmo circular y espectroscopia térmica UV-Vis. En el segundo paso, el hidrogel se preparó y caracterizó mediante evaluación visual y microscopía electrónica de barrido, espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier, índice de hinchamiento, estudio mecánico, liberación de nisina in vitro, eficiencia de encapsulación, ensayo de citotoxicidad, ensayo de actividad antibacteriana y ensayo de coagulación sanguínea. . Finalmente, se realizaron estudios en animales. El hidrogel optimizado se colocó sobre la herida de la piel de ratas y se observó el proceso de curación de la herida durante 19 días. (Diseñado por Photoshop CC 2022; http://www.adobe.com/products/photoshop.html).

Alginato con pesos moleculares medios de aproximadamente 46 kDa (CAS: 9005-38-3), ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolio (MTT), fibrinógeno (CAS: 9001-32-5), albúmina sérica bovina (BSA) y nisina (CAS: 1414-45-5) se adquirieron de Sigma-Aldrich. NaCl, KCl, Na2HPO4, KH2PO4, CaCl2, Tris metilamina y solución de formaldehído se obtuvieron de Merck. El medio de águila modificado por Dulbecco (DMEM), el suero bovino fetal (FBS) y la tripsina eran de Gibco. En el estudio actual, el alginato y la nisina se disolvieron en agua bidestilada y el fibrinógeno se disolvió en tampón de fosfato de sodio.

El efecto del polímero de alginato sobre la fluorescencia intrínseca del fibrinógeno se evaluó utilizando un espectrofluorómetro Varian Cary Eclipse a una longitud de onda de excitación de 280 nm y longitudes de onda de emisión de 300 a 400 nm. Durante estos estudios, se midió la intensidad de fluorescencia de fibrinógeno 0,06 µM disuelto en tampón fosfato de sodio 20 mM en presencia de concentraciones crecientes de alginato a 25, 30 y 35 °C. La mezcla de proteína y alginato se agitó durante 10 segundos y se almacenó a temperatura ambiente durante 2 minutos antes de las mediciones29.

La estructura secundaria del fibrinógeno 0,72 µM se evaluó en presencia y ausencia de diversas concentraciones de alginato mediante la obtención de espectros de dicroísmo circular (CD) de UV lejano (195–260 nm) utilizando un espectropolarímetro Aviv 215 (Lakewood, Nueva Jersey, EE. UU.) a 25 °. C. En este caso, se incubó fibrinógeno con las concentraciones mencionadas de alginato durante 10 minutos a temperatura ambiente antes de las mediciones de CD. Se emplearon células de cuarzo de 1 mm de longitud de trayectoria para la espectroscopia CD de UV lejano. La corrección del tampón, el suavizado y la conversión a la elipticidad molar de los datos de CD se realizaron utilizando el software CDSD. Se prepararon controles correspondientes que contenían las concentraciones de alginato aplicadas para corregir el tampón. Además, se aplicó el software CDNN para desconvolucionar los datos y obtener el contenido de varios elementos de la estructura secundaria30,31.

La estabilidad térmica del fibrinógeno 13,2 µM en presencia y ausencia de alginato 1,6 mM (proporcional a la relación entre la concentración de proteína y ligando en el hidrogel sintetizado) se estudió mediante espectroscopia UV-visible. La absorción de fibrinógeno a 280 nm se midió utilizando un espectrofotómetro UV-Vis Cary 100 Bio (Varian, Australia). La temperatura se programó para aumentar 2 °C por min de 25 a 60 °C seguido de 1 °C por min de 60 a 90 °C. Finalmente, se prepararon curvas de desnaturalización térmica del fibrinógeno en presencia y ausencia de diversas concentraciones de alginato32.

Se preparó una solución madre de alginato al 4,0% (p/v) en agua bidestilada agitando hasta obtener una solución homogénea, a la que se le añadió una solución compuesta de fibrinógeno, EDTA y nisina. Luego, se añadió CaCl2 estéril 150 mM y se agitó para iniciar la gelificación. Las ahora llamadas preparaciones de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA se proporcionaron en función de concentraciones variables de nisina (0,03, 0,08 y 0,15 mM). Sin embargo, las concentraciones finales de alginato (0,87 mM), fibrinógeno (7,17 μM) y EDTA (50 mM) fueron constantes en las tres preparaciones de hidrogel. Nos referimos al hidrogel que contiene solo alginato reticulado como "hidrogel de Alg" y al hidrogel que contiene alginato, fibrinógeno, nisina y EDTA como "hidrogel de Alg-Fib@Nis-EDTA" en todo el manuscrito. Cabe mencionar que las soluciones de nisina, fibrinógeno, EDTA y CaCl2 empleadas en la preparación de los geles se filtraron a través de filtros estériles de 0,2 µm.

En primer lugar, los hidrogeles preparados se liofilizaron. Este proceso se realizó a una temperatura de -50 °C y una presión de 1 mbar durante 24 h para secar los hidrogeles. Luego, el hidrogel liofilizado se recubrió con una capa de oro antes de analizarlo con un microscopio electrónico de barrido de emisión de campo TE-SCAN (FE-SEM), que funcionó a 20 kV. Los tamaños de poro se determinaron mediante el software ImageJ (versión 1.53a)33.

La espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR) se realizó en un espectrofotómetro FT-IR (AVATAR, rango de 4000 a 400 cm-1, Thermo, EE. UU.) con una resolución de 2 cm-1 utilizando gránulos de KBr34.

Esta prueba se realizó para determinar el porcentaje máximo de absorción de agua del hidrogel en el fluido de herida simulada (SWF). El SWF contenía BSA al 2,0 %, CaCl2 0,02 M, NaCl 0,4 M y tampón Tris 0,08 M en agua desionizada (pH 7,5). Los cambios de peso del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA se midieron cada 20 min durante un período de 240 min. El hidrogel hinchado se retiró cuidadosamente cada 20 minutos y se colocó sobre un papel de filtro para eliminar el agua circundante y luego se pesó. Los experimentos se realizaron a tres temperaturas (25, 37 y 42 ° C), cada una por triplicado. La proporción de hinchamiento (%) se calculó utilizando la siguiente ecuación (Ec. 1):

donde Wd y Ws representan los pesos del hidrogel antes y después de la hidratación, respectivamente35.

Los hidrogeles liofilizados se sumergieron inicialmente en PBS para que adquirieran forma de gel. Luego, se realizaron pruebas de compresión uniaxial para investigar las propiedades mecánicas a una velocidad de 5 mm/min. Los ensayos de compresión se ejecutaron utilizando probetas cilíndricas con un diámetro inicial de 15 mm y una longitud inicial de 10 mm utilizando una máquina de ensayo universal SANTAM™. Los experimentos se realizaron en hidrogel hinchado a tres temperaturas (25, 37 y 42 °C), cada una por triplicado36.

La liberación de nisina del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA se calculó midiendo su absorbancia a 212 nm y luego determinando su concentración utilizando una curva estándar. El porcentaje de liberación se calculó utilizando la siguiente ecuación (Ec. 2):

donde la "Nisina liberada" es igual a la cantidad de nisina presente en el volumen total de la solución en diferentes intervalos de tiempo y la "Nisina total" es igual a la cantidad inicial de nisina cargada en el hidrogel. Además, como control también se determinó la liberación de nisina libre (no incorporada en el hidrogel). La liberación de nisina libre se midió agregando una solución de nisina libre a la misma concentración que el hidrogel cargado con nisina en una bolsa de diálisis y colocándola en tampón fosfato, seguido de la determinación de la liberación de nisina libre durante 48 h. Todos los experimentos se realizaron por triplicado34.

Para medir la eficiencia de la encapsulación de nisina, se sumergieron 50 mg de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA en 50 ml de PBS (pH 7,4) y se agitaron durante 30 min. Luego se agita nuevamente durante 4 h con ayuda de un imán a 1000 rpm. Después de centrifugar a 4000 rpm durante 30 min, se analizó la absorción del sobrenadante a 212 nm. Todos los experimentos se realizaron por triplicado. El porcentaje de encapsulación se calculó utilizando la siguiente ecuación34 (Ec. 3).

La línea celular de epidermis humana A431 se adquirió del Banco Nacional de Células de Irán (Instituto Pasteur, Irán). Las células se cultivaron en DMEM suplementado con suero bovino fetal (FBS) inactivado por calor al 10% y solución de penicilina y estreptomicina al 1,0%. Las células se cultivaron como una monocapa y se incubaron a 37 °C con 5,0% de CO2 y una atmósfera humidificada al 95%. Las células A431 se subcultivaron utilizando tripsina al 0,25 % (p/v) junto con EDTA al 0,03 % (p/v) en PBS para separar las células.

La citotoxicidad de los hidrogeles se examinó mediante el ensayo MTT. Las células A431 se cultivaron a 20.000 células/cm2 en placas de 96 pocillos y se incubaron durante 24 h antes de los tratamientos. Mientras tanto, el extracto de hidrogel se preparó con 1,0 mg de hidrogeles que contenían nisina 0,03, 0,08 y 0,15 mM en 1 ml de DMEM a 37 °C durante 24 h. Luego, se aspiró el medio de cultivo y se agregaron a cada pocillo 100 μL de extracto de hidrogel con diferentes concentraciones de nisina. Después de una incubación de 24 y 48 h, se eliminó el medio y las células se incubaron con medio nuevo que contenía 0,5 mg/ml de MTT durante 4 h, seguido de la eliminación del medio y la adición de 200 µl de DMSO junto con 25 µl de tampón de glicina de Sorensen (que contiene glicina, NaCl). y KCl). Utilizando un lector BioTek Elisa, se midió la absorbancia a 570 nm y luego se calculó la viabilidad celular según la siguiente ecuación37 (Ec. 4):

Se prepararon placas que contenían medio de cultivo agar LB con una concentración de 37 mg/L, seguido de la siembra de Staphylococcus aureus grampositivo (ATCC 25923) y Escherichia coli gramnegativo (ATCC 25922). Luego, se colocaron sobre el agar discos estériles disponibles comercialmente impregnados con muestras de hidrogel de Alg-Fib@Nis-EDTA y Alg-Fib@Nis (sin EDTA) que contenían diversas concentraciones de nisina junto con hidrogel de Alg-Fib sin nisina y EDTA como control. placas y se incubaron durante la noche a 37 °C. Además, para evaluar el efecto de la reticulación sobre las propiedades antibacterianas del hidrogel sintetizado, también se probaron las mismas muestras después de la adición de CaCl2 como agente de reticulación y la formación del gel. En consecuencia, después de preparar el gel, los geles se cortaron en discos antibacterianos del mismo tamaño y se colocaron en placas de agar y se incubaron durante la noche a 37 °C. Finalmente, se midió el diámetro de la zona de inhibición alrededor de los discos y los geles38.

Se determinó la concentración mínima inhibidora (CMI) y la concentración mínima bactericida (CBM) de nisina en Staphylococcus aureus (ATCC 25923) y Escherichia coli (ATCC 25922). Se prepararon cultivos puros de las bacterias en agar Müller-Hinton. Se transfirió una colonia de cada cultivo al caldo Müller-Hinton a una concentración de 1,0 × 108 ufc/ml según el estándar de McFarland, seguido de la siembra de las bacterias en placas de 96 pocillos (cada pocillo contenía 100 µl de solución microbiana). Se realizó un análisis de control de calidad para confirmar la cantidad de bacterias utilizadas. Luego, las bacterias se trataron con hidrogeles Alg-Fib@Nis-EDTA (que contienen nisina 0,03, 0,08 y 0,15 mM), fibrinógeno 7,17 μM solo y EDTA 50 mM solo. También se incluyeron pocillos de control negativo y positivo que contenían solo el medio de cultivo (sin stock microbiano ni de fármaco) y el stock microbiano junto con el medio de cultivo, respectivamente. Después de la incubación a 37 °C durante 16 h, se controló el crecimiento bacteriano registrando la DO600 utilizando un espectrofotómetro UV-Vis y el control negativo como blanco39,40.

Para examinar la participación del fibrinógeno presente en los hidrogeles preparados en la coagulación sanguínea, se realizó una prueba de coagulación sanguínea. Se colocaron tres muestras de apósitos para heridas con dimensiones de 3,5 × 3,5 cm (incluidas gasa, hidrogel de Alg e hidrogel de Alg-Fib@Nis-EDTA) en una placa de cultivo y se incubaron a 37 °C en un termoagitador y luego se agregaron 200 µl de sangre. Luego, se agregaron 20 µl de CaCl2 0,2 M a cada muestra para iniciar la coagulación. Después de agitar las muestras durante 10 minutos a 37 °C y 30 rpm, se agregaron 25 ml de agua desionizada a cada muestra para hemolizar los glóbulos rojos, que no participaron en el proceso de coagulación. La solución resultante se examinó espectroscópicamente registrando la adsorción a 540 nm. El experimento se repitió tres veces para cada muestra41.

Los estudios en animales se realizaron después de recibir la aprobación del comité de ética de la Universidad de Ciencias Médicas de Teherán (código de ética IR.UT.SCIENCE.REC.1400.003). La eficacia del apósito de hidrogel se determinó en un modelo de rata Wistar que pesaba entre 200 y 250 g. El número total de ratas experimentales fue 36, que se dividieron en 3 grupos de 12. Los grupos incluyeron: control, hidrogel de Alg e hidrogel de Alg-Fib@Nis-EDTA. Todas las ratas se mantuvieron en condiciones estándar en jaulas similares y se alimentaron con comida y agua para ratas. Al principio, las ratas fueron anestesiadas en una proporción de 80:20 mediante inyección intraperitoneal de clorhidrato de ketamina (50 mg/kg, ChemiDarur, Irán): xilosina (5 mg/kg ChemiDarur, Irán), seguido de afeitado del pelo en la parte posterior de la ratas usando una navaja de afeitar y creando una herida de 15 mm de espesor total de 3 cm × 3 cm con bisturíes quirúrgicos estériles. Las incisiones se crearon en la región lumbar dorsal, a 1,5 mm de la línea media en la espalda de las ratas. Finalmente, las ratas se dividieron en tres grupos separados y las heridas de cada grupo se cubrieron con un apósito especial para ese grupo (3,5 cm × 3,5 cm y 2 mm de espesor) y se fijaron con gasa estéril y vendaje adhesivo elástico. Las heridas de control sólo se cubrieron con gasa estéril y vendaje adhesivo elástico. Las ratas fueron colocadas en jaulas separadas. El tamaño de la herida se fotografió durante el primer, tercer, séptimo y decimocuarto día y se midió utilizando el software ImageJ. La reducción de la herida se calculó según la siguiente ecuación (Ec. 5):

donde A0 es el área de la herida original, At es el área de la herida después del intervalo de tiempo t42.

Para estudiar la histopatología de las heridas, se seleccionaron tres ratas de cada grupo los días 3, 7, 14 y 19 del experimento. Las ratas fueron sacrificadas utilizando 300 mg/kg de peso corporal de ketamina junto con 20 mg/kg de peso corporal de xilazina. Se examinaron la frecuencia cardíaca, la midriasis y la respiración 15 minutos después de la inyección para confirmar la muerte de los animales. Luego, los tejidos de la piel se recogieron y se fijaron inmediatamente en formalina tamponada neutra al 10% (pH 7,26) durante 48 h. Las muestras de tejido fijadas se procesaron, se incluyeron en parafina y se seccionaron hasta un espesor de 5 mm. Finalmente, las secciones se tiñeron con hematoxilina y eosina (H&E) y tricrómico de Masson (MT). Los portaobjetos histológicos fueron evaluados por un revisor independiente, utilizando microscopía óptica (Olympus BX51; Olympus, Tokio, Japón). La epitelización y la fibroplasia se evaluaron comparativamente en diferentes grupos. La epitelización en el día 19 se evaluó semicuantitativamente en 3 portaobjetos de cada grupo: 0 (sin nueva epitelización), 1 (25%), 2 (50%), 3 (75%) y 4 (100%). Para estos parámetros, los resultados fueron validados mediante análisis comparativo de un observador independiente cegado a los grupos de tratamiento. Con respecto al contenido de colágeno y el método de cuantificación relacionado, se empleó un aumento de ×200 para evaluar las muestras para este criterio y el cálculo se repitió para tres portaobjetos microscópicos43.

Todos los resultados se compararon mediante el análisis de Kruskal Wallis para datos no paramétricos y ANOVA unidireccional (Tukey posthoc) para datos paramétricos. Los resultados con valores de p inferiores a 0,05 se consideraron estadísticamente significativos. Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software SPSS, versión 20.0 (SPSS, Inc, Chicago, EE. UU.).

Para los estudios con animales, todos los métodos se realizan de acuerdo con las directrices aprobadas por la Universidad de Ciencias Médicas de Teherán. El proyecto actual logró recibir el código de ética con el número (IR.UT.SCIENCE.REC.1400.003) de la Universidad de Ciencias Médicas de Teherán. Todas las cuestiones éticas han sido monitoreadas durante el proyecto de acuerdo con los protocolos existentes. Este estudio se llevó a cabo de acuerdo con las pautas de ARRIVE (https://arriveguidelines.org).

La interacción entre el alginato y el fibrinógeno se estudió por primera vez mediante espectroscopia de fluorescencia basada en la fluorescencia intrínseca del fibrinógeno a tres temperaturas diferentes de 25, 30 y 35 °C. Según los resultados presentados en la Fig. S1, la intensidad de la fluorescencia disminuyó significativamente al aumentar la concentración de alginato en las tres temperaturas examinadas. Para comprender el mecanismo de unión del alginato al fibrinógeno, los datos de intensidad de fluorescencia se analizaron utilizando la ecuación de Stern-Volmer44 (ecuación 6).

donde F0 y F son las intensidades de fluorescencia del fibrinógeno en ausencia y presencia de alginato, respectivamente; [Q] es la concentración de alginato y Ksv es la constante de enfriamiento de Stern-Volmer. Las Figuras S2 y S3 también muestran F0/F graficado versus [Q] y log (F0 – F)/F graficado versus log [Q], respectivamente. Según la Tabla S1, los valores de Ksv disminuyen al aumentar la temperatura, lo que indica que el mecanismo de extinción del fibrinógeno por el alginato es un enfriamiento estático. Además, la constante de unión (Kb) y el número de sitios de unión (n) del fibrinógeno para el alginato se calcularon utilizando la siguiente ecuación44 (Ec. 7).

En consecuencia, se obtuvo que el valor de n era aproximadamente 1, lo que revela casi un sitio de unión del alginato al fibrinógeno. Además, la constante de unión mostró una tendencia decreciente al aumentar la temperatura, lo que puede demostrar que la fuerza de unión del polímero y la proteína disminuye al aumentar la temperatura. Los parámetros termodinámicos estándar, como los cambios de entalpía (∆H°), los cambios de entropía (∆S°) y los cambios de energía libre de Gibbs (∆G°) de la interacción entre fibrinógeno y alginato se obtuvieron utilizando las siguientes ecuaciones41 (Ecs. 8, 9):

Según los datos registrados en la Tabla S1, los valores de ∆H° y ∆S° fueron <0, lo que implica que la interacción entre el alginato y el fibrinógeno está impulsada por Van der Waals y las fuerzas de enlace de hidrógeno45.

Se utilizó espectroscopia de dicroísmo circular de UV lejano (longitud de onda de 200 a 260 nm) para estudiar el efecto del alginato de 0,4 a 1,3 μM sobre la estructura secundaria del fibrinógeno (Fig. S4). La Tabla S2 presenta el contenido de los elementos de la estructura secundaria obtenidos utilizando el software CDNN. Según los resultados, no se detectó ningún cambio obvio en la estructura secundaria del fibrinógeno en presencia de alginato, excepto por un aumento menor en el contenido de hélices α, que fue acompañado por una ligera reducción en el contenido de espirales aleatorias46.

La estabilidad térmica del fibrinógeno se estudió en presencia de ligando de alginato mediante espectroscopia UV-vis. Con base en los datos de la espectrofotometría ultravioleta-visible (Fig. S5), se encontró que el fibrinógeno se mantuvo conformacionalmente estable hasta 42 °C, que es la temperatura máxima de la herida crónica 47,48,49. Dado que la primera temperatura de fusión (Tm) de la proteína comienza en aproximadamente 59 °C, se espera que la proteína mantenga su estabilidad conformacional cuando se coloca en el sitio de la herida.

El hidrogel de alginato-fibrinógeno (Alg-Fib@Nis-EDTA) reticulado con CaCl2 que contenía nisina era uniforme, suave y semiopaco. El hidrogel se separó fácilmente de la placa de vidrio y mostró una superficie lisa. La Figura 2A, B muestra un ejemplo del hidrogel preparado.

(A) y (B) El hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA uniforme, suave y semiopaco. (C) y (D) Microscopía electrónica de barrido de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA con barras de escala (C) de 1 mm y (D) de 100 µm.

La morfología del hidrogel de alginato-fibrinógeno se estudió mediante microscopía electrónica de barrido (SEM) (Fig. 2C, D). La imagen SEM reveló una estructura muy porosa, una superficie rugosa y grandes arrugas irregulares para el hidrogel, lo que concordaba bien con los informes publicados sobre los hidrogeles preparados para apósitos para heridas37. Los diámetros de los poros se midieron en el rango de 14 a 198 µm utilizando el software Image J. Este rango de tamaño de poro es adecuado para la unión celular, según estudios previos50,51,52.

La Figura 3A muestra los espectros FTIR del polímero de alginato y del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA. El espectro FTIR del polímero de alginato muestra picos a 3470 y 1029 cm-1, relacionados con los grupos –OH y –CO, respectivamente. La aparición de picos a 1620 y 1420 cm-1 se puede asignar a vibraciones de tracción simétricas y asimétricas de grupos –COO, respectivamente. Shehzad et. al.53 también han informado vibraciones de tracción simétricas y asimétricas de grupos –COO de alginato correspondientes a los picos de 1630 y 1465 cm-1. El espectro FTIR del hidrogel Alg–Fib@Nis–EDTA también presenta todos los picos principales de alginato. Sin embargo, la intensidad del pico a 3470 cm-1 disminuyó debido a una reducción de los grupos –OH tras la formación del hidrogel. Además, la intensidad de los picos en el rango 1200-1500 cm-1 presentó un aumento, lo que puede deberse a la vibración de tracción de los grupos –CN presentes en el fibrinógeno y la nisina. Estos resultados están de acuerdo con los resultados anteriores54,55,56,57.

(A) Espectros FTIR de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA y polímero de alginato. (B) Los porcentajes de hinchazón del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA a lo largo del tiempo a diversas temperaturas. El mayor porcentaje de hinchazón fue a los 240 (2244 ± 13%), 200 (2229 ± 9%) y 140 (2264 ± 17%) min después de la incubación a 25, 37 y 42 °C, respectivamente. Los valores son media ± DE, n = 3. DE: desviación estándar. (C) Diagrama de tensión-deformación de los hidrogeles después de hincharse a 25, 37 y 42 ° C utilizando una velocidad de extensión de 5 mm/min. (D) Perfil de liberación de nisina del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA en comparación con la nisina libre en diferentes momentos en PBS a 37 °C. Los puntos de datos son media ± DE, (n = 3). DE: desviación estándar.

Teniendo en cuenta la importancia del hinchamiento de los hidrogeles para lograr un buen sistema de administración de fármacos al sitio de la herida y el hecho de que la exudación de líquido inflamatorio y tisular ralentiza el proceso de curación, un apósito con una alta capacidad de hinchamiento conduce a la absorción del exceso. secreciones y rápida cicatrización de heridas58. Por lo tanto, evaluamos el comportamiento de hinchamiento de Alg-Fib@Nis-EDTA a 25, 37 y 42 °C (Fig. 3B). Después de la inmersión del hidrogel en fluido de herida simulado (SWF)59, se determinó el porcentaje de hinchamiento de los hidrogeles en varios momentos. Según los resultados presentados en la Fig. 3B, el aumento de la temperatura no resultó en una diferencia notable en la cantidad del porcentaje máximo de hinchamiento a 25, 37 y 42 °C (aproximadamente 2200% en las tres temperaturas probadas). Sin embargo, el aumento de temperatura provocó que las muestras de hidrogel alcanzaran su máximo hinchamiento en un período de tiempo más corto (120 min para 42 °C en comparación con 240 min para 25 °C). Salehi et al.51 reportaron 342 ± 18% a los 240 min como máximo hinchamiento del hidrogel y luego el porcentaje de hinchamiento disminuyó. Especularon que la interacción entre los grupos funcionales de ácido carboxílico del alginato con el medio hidrófilo circundante puede mediar la hinchazón51. Además, en un artículo de revisión de Ching et al.60, se afirmó que a medida que aumenta la temperatura, la estructura del gel se vuelve más abierta, el tamaño de los poros y la porosidad del gel aumentan y como resultado, la La rigidez del gel disminuye. Esto es consistente con nuestros hallazgos en el estudio actual porque a medida que aumenta la temperatura, el hidrogel alcanza su hinchazón máxima en un tiempo más corto, después de lo cual la estructura del gel comienza a abrirse y pierde su estructura rígida.

Como se muestra en la Fig. 3C, las propiedades mecánicas del hidrogel diseñado después de hincharse a 25, 37 y 42 ° C disminuyen al aumentar la temperatura. La mayor estabilidad mecánica (5,4 ± 0,1 kPa) del hidrogel hinchado se detectó a 25 °C. El aumento de la temperatura a 37 °C disminuyó la estabilidad mecánica (3,2 ± 0,1 kPa). El hidrogel hinchado presentó la estabilidad mecánica mínima (2,4 ± 0,05 kPa) a 42 °C. Parecía que abrir la estructura del hidrogel al hincharse conduce a un aflojamiento de las uniones y a una menor estabilidad mecánica.

La eficiencia de encapsulación de nisina se calculó con base en la ecuación. (3) en la sección de método como 93 ± 2,57%. Además, se evaluó la liberación de nisina del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA (Fig. 3D). Según los resultados, se necesitaron 48 h para que casi toda la nisina cargada (98,15%) se liberara del hidrogel. Sin embargo, el hidrogel presentó la mayor tasa de liberación de nisina durante las primeras 6 h (casi el 50%). Mientras que casi el 100% de la nisina libre se liberó durante el mismo tiempo (6 h) de la bolsa de diálisis a la solución de PBS. La rápida liberación inicial del fármaco desde el hidrogel se puede atribuir a que las moléculas de nisina interactuaron débilmente a través de fuerzas de Van der Waals y/o enlaces de hidrógeno con los restos de hidrogel o moléculas de nisina cargadas en las partes superficiales del hidrogel, que se liberaron rápidamente desde el hidrogel. el hidrogel mediante difusión al hincharse el gel61,62,63,64,65. Zohri et al.66 han observado una liberación de aproximadamente el 30 % de nisina de las nanopartículas de quitosano/alginato durante la primera hora y una liberación del 85 % en dos horas66. Por otro lado, Bernela et al.56 informaron que casi el 60 y el 86% de la nisina cargada se liberó del nanocompuesto de alginato-quitosano-plurónico durante 24 y 240 h, respectivamente.

La citotoxicidad de los hidrogeles Alg-Fib@Nis-EDTA cargados con nisina 0,03, 0,08 y 0,15 mM se determinó en células de epidermis humana A431 a las 24 y 48 h mediante el ensayo MTT (Fig. 4). Según los resultados, los hidrogeles con las concentraciones de nisina probadas no indujeron ningún signo de citotoxicidad en la línea celular de la epidermis estudiada. La citocompatibilidad observada hizo que el hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA fuera adecuado para el siguiente paso de nuestros estudios in vivo en ratas.

Viabilidad de células de epidermis humana A431 mediante ensayo MTT después de 24 y 48 h después del tratamiento celular con Alg-Fib@Nis-EDTA 0,03, 0,08 y 0,15 mM (concentraciones basadas en nisina). Las viabilidades celulares se normalizan con respecto a las células de control y representan la media ± SEM. n = 3. SEM: error estándar de la media.

Se determinó el efecto antibacteriano del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA con nisina 0,03, 0,08 y 0,15 mM contra cepas patógenas de Escherichia coli y Staphylococcus aureus como representantes de bacterias gramnegativas y grampositivas, respectivamente, según el procedimiento mencionado. en la sección de método. La zona de inhibición se observó alrededor de hidrogeles entrecruzados y no reticulados (Fig. 5). Las zonas de inhibición del crecimiento de S. aureus y E. coli se midieron y se presentaron en la Tabla 1.

Zonas de inhibición alrededor de los hidrogeles preparados. (A – D) Hidrogeles no reticulados y (E – H) reticulados. Las placas de (A), (C), (E) y (G) son cultivos de Escherichia coli. Las placas de (B), (D), (F) y (H) presentan cultivos de Staphylococcus aureus. En cada placa, los hidrogeles numerados como I a III contienen nisina 0,03, 0,08 y 0,15 mM; el número IV representa la muestra de control. En las placas mostradas en (A) y (B) se evitan los controles por repetición en las otras 6 placas.

Los diámetros promedio de las zonas de inhibición en todas las concentraciones probadas de nisina para hidrogeles no reticulados y reticulados fueron 17,2 ± 1,06 y 14,3 ± 0,97 mm, respectivamente. Además, los hidrogeles que carecen de EDTA (Alg-Fib@Nis) no pudieron inhibir el crecimiento de E. coli. Las muestras de hidrogel Alg-Fib@Nis que contenían nisina 0,03 mM no pudieron inhibir el crecimiento de S. aureus. Las zonas de inhibición se observaron en todas las concentraciones probadas de nisina alrededor de los hidrogeles Alg-Fib@Nis-EDTA para las dos cepas bacterianas con diámetros comparables. La zona de inhibición comparable en todas las concentraciones probadas indica que el hidrogel sintetizado presenta propiedades antibacterianas aceptables67. En cuanto a las limitaciones técnicas que presenta el hidrogel, no pudimos detectar diferencias significativas en la inhibición del crecimiento impuesta por diversas concentraciones de nisina. Por lo tanto, se determinaron MIC y MBC para obtener datos más precisos.

Los datos obtenidos de las pruebas MIC y MBC se presentan en la Tabla 2. Según nuestros hallazgos, la presencia de nisina en las concentraciones estudiadas en el hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA mató e inhibió el crecimiento de bacterias grampositivas y gramnegativas. bacterias. Como era de esperar, el alginato y el fibrinógeno no mostraron ningún efecto antibacteriano, de acuerdo con Alboofetileh et al.68, quienes informaron que el alginato no tuvo ningún efecto antibacteriano ni en las bacterias grampositivas ni en las gramnegativas. En otro estudio, Påhlman et al.69 informaron de una falta similar de propiedades antibacterianas del fibrinógeno. Además, el EDTA tenía propiedades inhibidoras y letales sólo sobre bacterias gramnegativas como E. coli70.

Además, según nuestras observaciones y en paralelo con los informes publicados, la nisina presentó un efecto inhibidor y letal sobre las bacterias grampositivas (S. aureus)71. Según las pruebas de MIC y MBC, la nisina 0,08 mM podría inhibir el crecimiento bacteriano y la nisina 0,15 mM podría matar S. aureus. Concentraciones inferiores a 0,08 mM (0,03 mM) no pudieron inhibir el crecimiento de S. aureus. Sin embargo, la nisina 0,03 mM podría matar a S. aureus cuando se aplica en forma de hidrogel Alg-Fib@Nis. Curiosamente, las concentraciones investigadas de nisina incorporadas en el hidrogel Alg-Fib@Nis podrían matar e inhibir el crecimiento de E. coli gramnegativa. Este potencial amplificado de la nisina para matar bacterias gramnegativas y positivas podría atribuirse a la presencia de EDTA en la estructura final del hidrogel, que puede mejorar el efecto de la nisina25.

En el proceso de curación de heridas cutáneas, especialmente heridas profundas, es de especial importancia acelerar el proceso de coagulación de la sangre. La capacidad de un apósito para acelerar el proceso de coagulación sanguínea se puede evaluar mediante una prueba de coagulación sanguínea72. Los resultados de esta prueba se muestran en la Fig. 6. Según la Fig. 6, la absorbancia de la hemoglobina en la muestra de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA es significativamente menor que las otras dos muestras que contienen gasa e hidrogel Alg, lo que indica la mayor capacidad del hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA en la formación de coágulos sanguíneos. También se exhibieron los platos que contenían el agua utilizada para lavar para mostrar las notables diferencias entre las tres muestras.

Prueba de coagulación sanguínea in vitro. La absorción de la hemoglobina en el agua de lavado se midió a 540 nm. Las imágenes del agua de enjuague de las tres muestras de apósito de gasa, hidrogel Alg e hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA se muestran para dar a entender las diferencias notables. Los datos son media ± DE (n = 3).

Se realizó una prueba en animales para evaluar la eficacia del hidrogel diseñado en la cicatrización de heridas cutáneas. El proceso de cicatrización de la herida se controló los días 1, 3, 7, 14 y 19 después de la creación de la herida en el sitio especificado. Las imágenes y tamaños de las heridas se muestran en la Fig. 7A. En el grupo que recibió el apósito de hidrogel Alg, se observó cierta infección e inflamación y el proceso de curación fue relativamente lento. La misma situación se observó en el grupo de control, que fue vendado únicamente con una gasa esterilizada. Mientras que el grupo tratado con hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA no mostró ningún signo de infección y presentó un proceso de recuperación mejorado en comparación con los grupos control y hidrogel Alg. Además, la reducción del tamaño de la herida se calculó utilizando la ecuación. 5 con el fin de evaluar cuantitativamente el proceso de curación de la herida, que se muestra en la Fig. 7B. Según los resultados, el grupo que recibió el apósito de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA presentó 54,9 ± 13,3% de curación al séptimo día, mientras que el grupo control y el de hidrogel Alg presentaron 8,2 ± 1,7% y 30 ± 3,6%, respectivamente, al final del día. Mismo tiempo. Según estudios previos, la curación de más del 50% de la herida en 14 días en el grupo de apósitos de hidrogel indica el correcto funcionamiento del apósito diseñado73,74,75.

Resultados de curación de heridas in vivo. (A) Aspectos macroscópicos de las heridas tratadas 1.º, 3.º, 7.º, 14.º y 19.º días después de la herida. (B) Histograma que compara el cierre de la herida los días 1, 3, 7, 14 y 19 después de la herida. Los valores representan la media ± DE, n = 3, *p < 0,05, **p < 0,01 y ***p < 0,001. DE: desviación estándar.

Además, la cicatrización de heridas del grupo de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA es mayor que la de otros grupos el día 14 (97,9% ± 0,2). Rezvanian et al.75 prepararon una película de hidrogel de alginato-pectina cargada con simvastatina e informaron el porcentaje de cierre de la herida durante el tratamiento de 21 días. Finalmente, el grupo de hidrogel que contenía Simvastatina alcanzó el 99,3 ± 0,5%, mientras que el grupo de control mostró una mejora del 90 ± 0,0%. Sin embargo, no observaron ninguna mejora hasta el séptimo día del experimento75. Si bien detectamos una mejora significativa al séptimo día del experimento.

Se necesitan estudios histopatológicos para evaluar la eficacia de un apósito. A través de estos estudios se pueden observar diferentes etapas de la cicatrización de heridas. El análisis histopatológico de las heridas de la piel se realizó mediante tinción con H&E y MT, como se muestra en la Fig. 8. En el grupo de control, las heridas que quedaron sin ningún tratamiento evaluadas los días 3, 7 y 14 después del tratamiento mostraron polimorfonucleares (PMN). Infiltración de células inflamatorias y formación de tejido de granulación. Además, la herida estaba cubierta por una costra. Sin embargo, la capa epidérmica se regeneró parcialmente el día 19. La evaluación histopatológica del grupo de tratamiento con hidrogel de Alg en los días 3, 7, 14 y 19 mostró un gran parecido con el grupo de control junto con la presencia de inflamación severa y formación de tejido de granulación como se ve en la Fig. 8.

(A) Secciones microscópicas teñidas con H&E y MT de incisiones cicatrizadas en los diferentes grupos experimentales 3 días después del tratamiento. (B) Secciones microscópicas teñidas con H&E y MT de incisiones cicatrizadas en los diferentes grupos experimentales 7 días después del tratamiento. (C) Secciones microscópicas teñidas con H&E y MT de incisiones cicatrizadas en los diferentes grupos experimentales 14 días después del tratamiento. (D) Secciones microscópicas teñidas con H&E y MT de incisiones cicatrizadas en los diferentes grupos experimentales 19 días después del tratamiento. Flechas negras: costra costrosa, Flechas blancas: reepitelización.

Las micrografías del grupo de tratamiento con hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA los días 3 y 7 después del tratamiento mostraron una inflamación severa y una costra que cubría el área de la herida (Fig. 8A, B). La capa epidérmica comenzó a regenerarse en este grupo el día 14, como se muestra en la Fig. 8C. Curiosamente, la respuesta inflamatoria disminuyó considerablemente el día 19 después del tratamiento y se formó una capa epitelial completa (Fig. 8D). Este grupo mostró más parecido a la piel normal, con una epidermis delgada y la presencia de crestas rete normales.

El análisis histomorfométrico se realizó 3, 7, 14 y 19 días después de la lesión cutánea y los resultados se resumen en la Tabla 3. Entre todos los grupos, la reepitelización en el grupo de hidrogel de Alg fue mínima y en su mayor parte se llenó de granulación inmadura. tejido. La mejor reepitelización se observó en el grupo que recibió hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA. Utilizando la tinción Masson Trichrome, se examinó la cantidad de formación de colágeno en el tejido (Fig. 9). El colágeno es una de las proteínas estructurales más importantes del cuerpo, producida por los fibroblastos y desempeña un papel importante en el proceso de cicatrización de heridas y la formación de tejido nuevo. Según los resultados obtenidos, el contenido de colágeno fue significativamente mayor en el grupo de hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA en comparación con el grupo de hidrogel Alg y el de control. En general, el proceso de curación en el grupo que recibió hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA fue más similar al de la piel normal y presentó la mejor apariencia. Lin et al.76 también han informado de la aceleración de la producción de gránulos y una mayor producción de colágeno utilizando un apósito para heridas a base de alginato.

Gráfico representativo de la densidad del colágeno en diferentes momentos (3, 7, 14 y 19 días) que confirma una mayor cicatrización de heridas en Alg-Fib@Nis-EDTA en comparación con otros grupos. Estos resultados coincidieron con los resultados obtenidos del cierre de la herida. Los valores representan la media ± DE, n = 3, p < 0,05, **p < 0,01 y **p < 0,001. DE: desviación estándar.

En este escenario, se diseñó un hidrogel a base de alginato que utiliza fibrinógeno, EDTA y nisina para la cicatrización de heridas. En un primer paso, se estudió la interacción entre fibrinógeno y alginato mediante técnicas espectroscópicas para evaluar la posibilidad de emplear fibrinógeno en el apósito de hidrogel. Los resultados obtenidos revelaron que la conformación del fibrinógeno se ve mínimamente afectada por el alginato y puede ser una opción adecuada para la preparación del apósito. En el segundo paso, se preparó y caracterizó el hidrogel Alg-Fib@Nis-EDTA. Se determinaron varias propiedades del hidrogel, incluida la formación de los enlaces deseados, la resistencia antibacteriana, la hinchazón y la porosidad, la resistencia mecánica, la velocidad de liberación óptima, la aceleración del proceso de coagulación sanguínea y la citotoxicidad celular. El andamio diseñado absorbió las secreciones del entorno de la herida debido a su alta capacidad de hinchazón. También presentó la liberación gradual de nisina y presumiblemente EDTA, lo que inhibió el crecimiento de especies bacterianas tanto grampositivas como gramnegativas. No mostró ninguna toxicidad contra la línea celular de la epidermis humana y también mostró una muy buena función para acelerar la coagulación sanguínea. Según los resultados in vivo, el hidrogel biocompuesto fabricado podría presentar un efecto antibacteriano apropiado acompañado de una eficacia terapéutica adecuada en las heridas crónicas al mejorar la velocidad de los procesos de epitelización y formación de colágeno.

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Descargar referencias

Los autores agradecen a la Universidad de Teherán por apoyar financieramente este proyecto. Además, los autores agradecen al Laboratorio de Biotermodinámica, Instituto de Bioquímica y Biofísica de la Universidad de Teherán por su amable apoyo durante este proyecto, en particular a Faezeh Moosavi-Movahedi, Mitra Pirhaghi y Mahmoud Karami Qoshabulaq.

Estos autores contribuyeron igualmente: Marjan Soleimanpour y Samaneh Sadat Mirhaji.

Instituto de Bioquímica y Biofísica, Universidad de Teherán, Teherán, Irán

Marjan Soleimanpour, Samaneh Sadat Mirhaji, Fatemeh Mamashli, Hadi Nedaei, Atiyeh Ghasemi, Maryam Sadat Nezamtaheri, Bahram Goliaei y Ali Akbar Saboury

Centro de Investigación en Ciencias Farmacéuticas, Instituto de Salud, Universidad de Ciencias Médicas de Kermanshah, Kermanshah, Irán

Samira Jafari y Hossein Derakhshankhah

Laboratorio de Polímeros, Facultad de Química, Facultad de Ciencias, Universidad de Teherán, Teherán, Irán

Mohammad Reza Karimi

Departamento de Nanotecnología Farmacéutica, Facultad de Farmacia, Universidad de Ciencias Médicas de Teherán, Teherán, Irán

Hamidreza Motasadizadeh y Yousef Fatahi

Departamento de Microbiología del Petróleo, Centro Académico para la Educación, la Cultura y la Investigación (ACECR), Universidad Shahid Beheshti, Teherán, Irán

Mohadese Khajezade

Facultad de Nuevas Ciencias y Tecnologías, Universidad de Teherán, Teherán, Irán

Masoumeh Teimouri

Institut Universitaire de France (IUF), 1 Rue Descartes, 75005, París, Francia

Cedric Delattre

Universidad de Clermont Auvergne, CNRS, Clermont Auvergne INP, Instituto Pascal, 63000, Clermont-Ferrand, Francia

Cedric Delattre

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MS y SSM contribuyeron igualmente en la investigación, realizando los experimentos, la recopilación de datos y el análisis formal, escribiendo el borrador inicial del manuscrito. SJ y HD contribuyeron en la metodología y la curación de datos. FM fue consultor en los estudios biofísicos, además de escribir y editar el primer borrador. HN consultó en los métodos espectroscópicos. MRK ayudó en el desarrollo de materiales y métodos para el hidrogel y en la discusión de FT-IR. HM ayudó en experimentos in vivo y en la discusión de esta parte y el análisis de datos histológicos y realizó estudios estadísticos de cicatrización de heridas. YF participó en la revisión y edición de fotografías y gráficos del artículo, así como en el diseño del resumen gráfico. AG proporcionó soporte técnico e instrumentos necesarios para realizar los estudios espectroscópicos y termodinámicos. MSN realizó estudios de citotoxicidad in vitro (MTT). MK y MT proporcionaron células bacterianas y participaron en los estudios antibacterianos. BG y AAS supervisaron y revisaron el manuscrito. CD participó en la revisión del manuscrito y proporcionó buenos comentarios. Todos los autores revisaron el manuscrito y dieron su aprobación a la versión final del manuscrito.

Correspondencia a Samira Jafari o Ali Akbar Saboury.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Soleimanpour, M., Mirhaji, SS, Jafari, S. et al. Diseño de un nuevo hidrogel compuesto de biomaterial de alginato-fibrinógeno para la cicatrización de heridas. Representante científico 12, 7213 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-11282-w

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Recibido: 20 de diciembre de 2021

Aceptado: 29 de marzo de 2022

Publicado: 04 de mayo de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-11282-w

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